Aplikacja BactiCALC jako darmowe narzędzie wspomagające monitoring czystości mikrobiologicznej powierzchni i lekooporności

Autorka: dr n. tech. Anna Ławniczek – Wałczyk (na zdjęciu poniżej), Pracownia Zagrożeń Biologicznych, Centralny Instytut Ochrony Pracy – Państwowy Instytut Badawczy

Odkrycie i wprowadzenie antybiotyków do terapii w latach 40. XX w. było momentem przełomowym w leczeniu zakażeń i chorób zakaźnych. Sukces antybiotyków polegał m.in. na znacznym zmniejszeniu śmiertelności z powodu zakażeń o etiologii bakteryjnej, ograniczeniu częstości powikłań oraz umożliwieniu skutecznej profilaktyki w szczególnych sytuacjach klinicznych (np. w gorączce reumatycznej czy profilaktyce okołooperacyjnej). Obecnie powszechna dostępność antybiotyków ułatwia leczenie chorób bakteryjnych i zwiększa bezpieczeństwo pacjentów podczas zabiegów medycznych. Niestety, niewłaściwe stosowanie i nadużywanie tych leków prowadzi do rozwoju antybiotykooporności¹.

Coraz częstsze pojawianie się szczepów bakterii niewrażliwych na znane antybiotyki staje się globalnym wyzwaniem i realnym zagrożeniem dla zdrowia publicznego. Nadużywanie antybiotyków wywołuje presję selekcyjną, która sprzyja utrzymywaniu się i rozprzestrzenianiu bakterii wieolekoopornych. Szczepy wielolekooporne (MDRO – multidrug resistant organisms) to bakterie, które nabyły oporność na co najmniej jeden antybiotyk z trzech lub więcej grup leków przeciwbakteryjnych. Zakażenia nimi wywołane są trudniejsze do wyleczenia, ponieważ standardowe antybiotyki stają się nieskuteczne. Za większość ciężkich zakażeń odpowiedzialne są oporne na antybiotyki bakterie Enterococcus faecium, Staphylococcus aureus, Klebsiella pneumoniae, Acinetobacter baumannii, Pseudomonas aeruginosa i Enterobacter spp., określone akronimem ESKAPE².

Rozprzestrzenianie się genów oporności na środki przeciwdrobnoustrojowe wśród patogenów ESKAPE znacząco utrudnia leczenie ciężkich zakażeń. Stąd też podkreśla się potrzebę stałego monitorowania czystości mikrobiologicznej w placówkach ochrony zdrowia oraz wdrażania skutecznych programów kontroli zakażeń. Niezbędne jest także dostosowywanie planów leczenia do aktualnych danych o oporności drobnoustrojów i wzmocnienie nadzoru nad racjonalnym stosowaniem antybiotyków.

Na problem narastającej antybiotykooporności zwracają uwagę najważniejsze instytucje międzynarodowe, w tym Światowa Organizacja Zdrowia (World Health Organization – WHO)³, Komisja Europejska (EC)⁴, Europejskie Centrum Profilaktyki i Kontroli Zakażeń (European Centre for Disease Prevention and Control – ECDC)⁵ Amerykańskie Centrum Kontroli i Prewencji Chorób (Centers for Disease Control and Prevention- CDC)⁶. Wyrazem powagi problemu antybiotykoodporności jest ustanowienie 18 listopada Europejskim Dniem Wiedzy o Antybiotykach (European Antibiotic Awareness Day)^7-8, a od 2015 r. również obchodzenie Światowego Tygodnia Wiedzy o Antybiotykach.

Klasyczne i nowoczesne metody kontroli mikrobiologicznej

Rosnąca liczba badań potwierdza, że powierzchnie w środowisku szpitalnym (jak również w innych placówkach świadczących opiekę zdrowotną, np. placówkach opieki długoterminowej, domach opieki, opiece domowej) stanowią istotny element w łańcuchu transmisji lekoopornych patogenów. Mimo to wciąż brakuje spójnych procedur dotyczących najbardziej efektywnych metod pobierania próbek z tych powierzchni, a także brak jest jednoznacznych zaleceń lub przepisów normujących tę procedurę. Powierzchnie te mogą pełnić rolę rezerwuaru drobnoustrojów odpowiedzialnych za zakażenia związane z opieką zdrowotną (Healthcare-associated infections, HAI), zwiększając tym samym ryzyko infekcji pacjentów. Wykazano także, że 40–60% zakażeń HAI jest spowodowanych przez florę endogenną, ale aż 20–40% wynika z zanieczyszczenia rąk pracowników służby zdrowia, a 20% może wynikać z kontaktu pacjenta ze skażonym sprzętem lub elementami wyposażenia na salach⁹. Badania wskazują także, że w przypadku nieskutecznego końcowego czyszczenia sal szpitalnych nowy przyjęty pacjent ma średnio o 73% większe prawdopodobieństwo nabycia zakażenia szpitalnego, jeśli poprzedni pacjent był zakażony lub skolonizowany patogenami¹⁰ W praktyce monitoring mikrobiologiczny powierzchni prowadzi się głównie w sytuacjach ognisk epidemicznych, natomiast rutynowe kontrole środowiskowe są rzadkością. Poza tym, nieliczne wytyczne w wielu krajach zalecają stosowanie wymazówek i płytek kontaktowych w celu oceny skuteczności czyszczenia, jednak nie zawierają one szczegółowych protokołów mikrobiologicznych umożliwiających standaryzację badań¹¹.

Kluczowym elementem programów kontroli zakażeń jest ich monitorowanie, które pozwala na gromadzenie danych niezbędnych do opracowania skutecznych działań profilaktycznych. W polskich szpitalach monitorowanie zakażeń obejmuje bardzo szeroki zakres zdarzeń. Szacuje się, że pielęgniarki epidemiologiczne poświęcają aż 34% swojego czasu pracy na wykrywanie i rejestrację zakażeń szpitalnych – więcej niż na same działania profilaktyczne¹². Standardowa kontrola mikrobiologiczna, będąca częścią procesu monitorowania zakażeń, wymaga specjalistycznego, certyfikowanego sprzętu laboratoryjnego, który umożliwia pobieranie próbek od pacjentów i dokładne oznaczenie obecności drobnoustrojów. Wyniki takich badań stanowią podstawę diagnozy i leczenia, jednak sam proces jest kosztowny i czasochłonny¹³. Regularne badania powierzchni, sprzętu i otoczenia pacjenta pozwalają jednak wcześnie wykrywać nieprawidłowości i zapobiegać rozprzestrzenianiu się zakażeń. Do pobierania próbek z powierzchni stosuje się najczęściej wymazówki, gąbki, płytki kontaktowe, testy typu dipslide lub systemy Petrifilm. Po odpowiednim przygotowaniu laboratoryjnym (w przypadku wymazów i gąbek) oraz inkubacji, dokonuje się zliczenia kolonii mikroorganizmów wyrosłych na powierzchni płytek lub testów. Poziom zanieczyszczenia podaje się w jednostkach tworzących kolonie na centymetr kwadratowy badanej powierzchni (jtk/cm²). Zastosowanie podłoży lub testów chromogenach może skrócić czas badania i ułatwić wstępną identyfikację drobnoustrojów, dzięki różnicom w barwie kolonii charakterystycznym dla poszczególnych gatunków. Aby określić profil oporności na antybiotyki wyizolowanego patogenu , wykonuje się ocenę lekowrażliwości, najczęściej metodą dyfuzyjno-krążkową. Badanie to polega na umieszczeniu na powierzchni podłoża agarowego z hodowlą bakterii krążków nasyconych różnymi antybiotykami. Po inkubacji mierzy się średnice stref zahamowania wzrostu wokół krążków – im większa strefa, tym większa wrażliwość danego szczepu. Na tej podstawie określa się, czy bakterie są wrażliwe, pośrednio wrażliwe czy oporne na poszczególne antybiotyki.

Tradycyjne metody mikrobiologiczne, mimo swojej wysokiej wiarygodności i zgodności z normami (ISO, EUCAST, CLSI), są jednak czasochłonne i wymagają dużego nakładu pracy, co utrudnia szybkie reagowanie na zagrożenia. Uzupełnieniem klasycznych metod mogą być cyfrowe narzędzia wspomagające ocenę czystości mikrobiologicznej – szczególnie tam, gdzie liczy się szybkość reakcji i możliwość edukacji personelu szpitalnego. Jednym z takich narzędzi jest opracowana w Centralnym Instytucie Ochrony Pracy – Państwowym Instytucie Badawczym aplikacja BactiCALC.

BactiCALC – cyfrowe wsparcie kontroli mikrobiologicznej

Na zdjęciu: wygląd aplikacji

BactiCALC to darmowa aplikacja mobilna, która wspomaga codzienną kontrolę czystości mikrobiologicznej w placówkach ochrony zdrowia. Wykorzystując aparat fotograficzny smartfonu (lub tabletu) oraz algorytmy sztucznej inteligencji, umożliwia szybkie i precyzyjne:

• liczenie kolonii bakterii na szalce Petriego (funkcja Colony Counter),
• obliczanie stężenia jednostek tworzących kolonie (JTK),
• analizę stref zahamowania wzrostu drobnoustrojów zgodnie z EUCAST (European Committee on Antimicrobial Susceptibility Testing).

Aplikacja pozwala również tworzyć i zapisywać raporty w formacie PDF oraz działa w trybie offline, co ułatwia pracę w miejscach o ograniczonym dostępie do Internetu. Choć nie zastępuje profesjonalnych badań laboratoryjnych, może skutecznie wspierać lokalny nadzór nad czystością mikrobiologiczną powierzchni w salach operacyjnych, gabinetach zabiegowych, laboratoriach czy oddziałach szpitalnych.

Aplikacja ma także wymiar edukacyjny – regularne korzystanie z niej podnosi świadomość pracowników medycznych w zakresie zagrożeń mikrobiologicznych i utrwala dobre praktyki higieniczne. Przypomina, że każda powierzchnia może być potencjalnym źródłem zakażenia, a systematyczna kontrola to najprostszy sposób na ograniczenie ryzyka transmisji patogenów.

Dzięki BactiCALC nadzór nad higieną staje się nie tylko skuteczniejszy, ale i bardziej przystępny. Pracownik może wykonać zdjęcie próbki w laboratorium, a analizę przeprowadzić później – w bezpiecznym miejscu, z dala od potencjalnych źródeł zakażenia. To rozwiązanie zwiększa bezpieczeństwo pracy, oszczędza czas i ułatwia dokumentowanie wyników. Aplikacja jest dostępna bezpłatnie w sklepach Google Play oraz App Store. Należy jednak podkreślić, że korzystanie ze smartfonów w środowisku laboratoryjnym wymaga przestrzegania zasad higieny. Urządzenia należy regularnie dezynfekować (np. chusteczkami z alkoholem izopropylowym) i obsługiwać w rękawiczkach, aby uniknąć przenoszenia drobnoustrojów między stanowiskami pracy.

Podsumowując, skuteczne ograniczanie rozprzestrzeniania się szczepów lekoopornych w szpitalach i placówkach opieki zdrowotnej wymaga połączenia klasycznych metod mikrobiologicznych z nowoczesnymi narzędziami. Tylko zintegrowane podejście obejmujące właściwe projektowanie stref higienicznych, regularny nadzór środowiskowy, ukierunkowane badania mikrobiologiczne oraz stałe szkolenia personelu pozwoli realnie zmniejszyć ryzyko zakażeń i podnieść poziom bezpieczeństwa.

Zrealizowano na podstawie wyników VI etapu programu wieloletniego pn. „Rządowy Program Poprawy Bezpieczeństwa i Warunków Pracy”, finansowanego w zakresie badań naukowych i prac rozwojowych ze środków Narodowego Centrum Badań i Rozwoju. projekt nr: I.PN.02. Koordynator Programu: Centralny Instytut Ochrony Pracy – Państwowy Instytut Badawczy.

Przypisy:

1. Salam MA, Al-Amin MY, Salam MT, et al. Antimicrobial Resistance: A Growing Serious Threat for Global Public Health. Healthcare (Basel). 2023;11(13):1946. Published 2023 Jul 5. doi:10.3390/healthcare11131946
   Antimicrobial Resistance Collaborators. Global burden of bacterial antimicrobial resistance in 2019: a systematic analysis. Lancet. 2022;399(10325):629-655. doi:10.1016/S0140-6736(21)02724-0

2. De Oliveira DMP, Forde BM, Kidd TJ, et al. Antimicrobial Resistance in ESKAPE Pathogens. Clin Microbiol Rev. 2020;33(3):e00181-19. Published 2020 May 13. doi:10.1128/CMR.00181-19
3. WHO warns of widespread resistance to common antibiotics worldwide, World Health Organization, https://www.who.int/news/item/13-10-2025-who-warns-of-widespread-resistance-to-common-antibiotics-worldwide (dostęp: 21.10.2025).
4. Communication from the commission to the council and the European parlament. A European One Health Action Plan against Antimicrobial Resistance (AMR), COM/2017/0339, EUR –Lex, https://eur-lex.europa.eu/legal-content/EN/TXT/?uri=celex:52017DC0339 (dostęp: 21.10.2025).
5. Antimicrobial resistance (AMR), European Centre for Disease Prevention and Control, https://www.ecdc.europa.eu/en/antimicrobial-resistance (dostęp: 21.10.2025).
6. Antimicrobial resistance, US Centers for Disease Control and Prevention, https://www.cdc.gov/antimicrobial-resistance/index.html, (dostęp: 21.10.2025).
7. Europejski Dzień Wiedzy o Antybiotykach, https://antybiotyki.edu.pl/edwa/ (dostęp: 21.10.2025).
8. Council Recommendation on stepping up EU actions to combat antimicrobial resistance in a One Health approach 2023/C 220/01 EUR-Lex – 32023H0622(01) – EN – EUR-Lex, https://eur-lex.europa.eu/legal-content/EN/TXT/?uri=oj:JOC_2023_220_R_0001 (dostęp: 21.10.2025).
9. Rawlinson, S., Ciric, L., & Cloutman-Green, E. (2019). How to carry out microbiological sampling of healthcare environment surfaces? A review of current evidence. Journal of Hospital Infection, 103(4), 363–374. https://doi.org/10.1016/j.jhin.2019.07.015
10. Boyce JM, Potter-Bynoe G, Chenevert C, King T. Environmental contamination due to methicillin-resistant Staphylococcus aureus: possible infection control implications. Infect Control Hosp Epidemiol 1997;18:622e7.
    Nutman A, Lerner A, Schwartz D, Carmeli Y. Evaluation of carriage and environmental contamination by carbapenemresistant Acinetobacter baumannii. Clin Microbiol Infect 2016;22:949.e5e7.
    Knelson LP, Williams DA, Gergen MF, Rutala WA, Weber DJ, Sexton DJ, et al. A comparison of environmental contamination by patients infected or colonized with methicillin-resistant Staphylococcus aureus or vancomycin-resistant enterococci: a multicenter study. 2014;35:872e5.
11. Rawlinson, S., Ciric, L., & Cloutman-Green, E. (2019). How to carry out microbiological sampling of healthcare environment surfaces? A review of current evidence. Journal of Hospital Infection, 103(4), 363–374. https://doi.org/10.1016/j.jhin.2019.07.015
12. Wybrane aspekty monitorowania w kontroli zakażeń, Stowarzyszenie Epidemiologii Szpitalnej, Szczecin 2020, s. 6, [za:] Różańska i wsp., 2014; Wałaszek i wsp., 2018, http://www.ses.edu.pl/files/wybrane-aspekty-monitorowania-w-kontroli-zakazen_internet.pdf (dostęp: 21.10.2025)
13. European Centre for Disease Prevention and Control. Protocol for the surveillance of healthcareassociated infections and prevention indicators in European intensive care units. Stockholm: ECDC; 2025.